ISME Communications, том 3, номер статьи: 85 (2023 г.) Цитировать эту статью
Доступы 2012 г.
Подробности о метриках
Понимание бактериальных геномных вариаций, связанных с различными средами, может дать новое понимание механизмов, лежащих в основе дифференциальной адаптации и передачи микробов в разных средах. Получение такой информации особенно важно для патогенов, поскольку это приносит пользу надзору за общественным здравоохранением. Однако понимание бактериальной геномной изменчивости ограничено нехваткой исследований геномной изменчивости в сочетании с различными экологическими контекстами. Чтобы устранить это ограничение, мы сосредоточились на Listeria, важном роде бактерий для безопасности пищевых продуктов, который включает человеческий патоген L. monocytogenes, и проанализировали крупномасштабный набор геномных данных, собранный нами из естественной и связанной с пищевыми продуктами среды на всей территории Соединенных Штатов. Путем сравнительного геномного анализа 449 изолятов из почвы и 390 изолятов из сельскохозяйственных вод и предприятий по переработке продукции, представляющих L. monocytogenes, L.seeligeri, L. innocua и L. welshimeri, мы обнаружили, что геномные профили сильно различаются в зависимости от среды внутри каждого из них. разновидность. Это подтверждается субкладами, связанными с окружающей средой, и дифференциальным присутствием плазмид, островков стресса и дополнительных генов, участвующих в биогенезе клеточной оболочки, транспорте и метаболизме углеводов. Основные геномы видов Listeria также тесно связаны с окружающей средой и могут точно предсказать источники изоляции на уровне линии L. monocytogenes с помощью машинного обучения. Мы обнаружили, что большие геномные вариации листерий, связанные с окружающей средой, по-видимому, обусловлены свойствами почвы, климатом, землепользованием и сопутствующими видами бактерий, в основном представляющими актинобактерии и протеобактерии. В совокупности наши данные показывают, что популяции видов Listeria генетически адаптировались к различным средам, что может ограничить их передачу из естественной среды в среду, связанную с пищевыми продуктами.
Бактериальные геномы, включая как основные геномы (гены, присутствующие у всех особей), так и дополнительные геномы (гены, не общие для всех особей), могут быть очень универсальными внутри вида из-за приобретения и потери генов, а также гомологичной рекомбинации, опосредованной отбором и распространением окружающей среды [1, 2,3,4]. Такая геномная изменчивость позволяет бактериальным видам (в основном непатогенным бактериям) жить в широком спектре экологических измерений, включая условия окружающей среды с различными источниками углерода и неорганических питательных веществ [5]. Хотя некоторые патогены человека (например, Bacillus anthracis, Clostridium spp., Listeria monocytogenes, Yersinia pestis, Burkholderia pseudomallei и Francisco tularensis) также могут выживать в естественной среде [6], наше понимание их геномной изменчивости в различных средах ограничено из-за отсутствие интенсивных исследований в естественной среде по сравнению с окружающей средой, связанной с деятельностью человека [7,8,9]. Это упущенный шанс улучшить понимание экологических механизмов, лежащих в основе адаптации патогенов к среде, не связанной с человеком, и лучше информировать общественное здравоохранение о надзоре за инфекционными заболеваниями, например, сделать вывод о вероятности передачи штаммов из естественной среды в среду, связанную с человеком. .
Listeria, грамположительный, факультативно анаэробный, не образующий спор бактериальный род, жизненно важный для безопасности пищевых продуктов, дает возможность изучить геномные различия между природной и антропогенной средой бактерий, важных для общественного здравоохранения. Члены Listeria широко распространены в естественной среде, а также в сельскохозяйственных почвах, воде и на предприятиях пищевой промышленности [10,11,12]. Два вида Listeria — L. monocytogenes и L. ivanovii — считаются факультативными патогенами. Хотя другие виды непатогенны [13], эти виды (например, L.seeligeri, L.innocua и L.welshimeri) часто тестируются в пищевой промышленности, поскольку считаются свидетельством условий, которые могут способствовать контаминации L.monocytogenes. [14, 15]. Таким образом, изучение геномной изменчивости видов листерий может дать представление о их передаче из естественной среды в среду и продукты питания, связанные с пищевыми продуктами, что особенно важно для пищевых продуктов, таких как свежие продукты, где применяются меры, исключающие уничтожение неактивных патогенов, которые могут быть уничтожены. внедряются в любой точке пищевой цепи.
0.8 and no premature stop codon was present, (ii) putative non-functional when 0.3 ≤ coverage <0.8 or premature stop codon was present, and iii) absent when no hits were observed in BLASTN or coverage was <0.3. A coverage of 0.3 and 0.8 was chosen as the cutoffs because (i) the multi-domain structure of proteins is most likely preserved when using a coverage of 0.8 [33], and (ii) at least 0.3 or less query coverage has been recommended to identify genes that span contigs and/or touch gaps [34]. When calculating the presence/prevalence of a given gene across genomes, only putative functional genes are included in the calculation./p>0.2 or <−0.2 with each Listeria taxon were defined as bacterial taxa that tend to have similar and dissimilar habitat preferences, respectively; these species were included in the co-occurrence network analysis. Networks of co-occurring bacterial species for each Listeria taxon were constructed using ggraph in R 3.6.0./p>70% are indicated by gray circles on the bifurcation nodes. The tree was rooted by the midpoint. Branches are color-coded by L. monocytogenes lineages. The tree is annotated by the presence/absence of virulence genes. The presence/absence gene matrices from the inner to the outer represent (i) genes located in the pathogenicity islands LIPI-1 (prfA, plcA, hly, mpl, actA, plcB), (ii) genes coding for internalins (inlABCEFGHJKIP), and (iii) genes located in the pathogenicity islands LIPI-3 (llsAGHXBYDP) and LIPI-4 (LM9005581_70009 to LM9005581_70014). A filled box represents the presence of a putative functional gene; an empty box represents a non-functional gene (i.e., being truncated or having premature stop codons); and a white box represents the absence of the gene. b Histograms showing the distribution of cgMLST allelic mismatches between isolates from soil and produce processing facilities (food plant) for L. monocytogenes (LM) lineage I (red), II (blue), and III (yellow). c ROC and PR curves for binary classifiers trained on cgMLST allelic profiles of LM lineage I, II, and III isolates. auROC: area under the curve of the receiver operating characteristic, auPR: area under the curve of precision-recall. Maximum likelihood phylogenetic tree of (d) L. innocua, (e) L. welshimeri, and (f) L. seeligeri based on the core SNPs of isolates of each species; isolates were obtained from soil, agricultural (ag.) water, and produce processing facilities (“food plant”). Trees were constructed based on 1000 bootstrap repetitions and were rooted by midpoint. Labels of isolates are color-coded by sources. Bootstrap values >70% are indicated by gray circles on the bifurcation nodes./p>2 (black dashed line) indicates that the COG category is significantly enriched (P < 0.05). The size of the circle is in proportion to the logarithm of the number of genes annotated as one COG category./p> 0.5; Fig. S8, Table S11). Many of these plasmid-correlated genes were annotated with functions involved in replication, such as resolvase and recombinase, and a few were involved in metal resistance (e.g., arsenic resistance operon repressor) (Table S11). Of note, a total of nine plasmid groups were detected, including rep13, rep25, rep26, rep32, rep33, rep35, rep7a, repUS25, and repUS43. To infer potential horizontal transfer of plasmids across environments and across species, we constructed a gene tree for each of the four plasmid groups that harbored by more than three genomes (rep25, rep26, repUS25, and repUS43). We found that the largest plasmid group, repUS25, was predominately present in soil isolates (81% out of 84 isolates) and exhibited two major clades with a mixture of isolates from both soil and food-associated environments and all four species, L. monocytogenes, L. seeligeri, L. welshimeri, and L. innocua (Fig. 3c). The plasmid group repUS43 was predominately present in isolates from food-associated environments (91% out of 11 isolates) and was exclusively detected in L. innocua (Fig. 3d). The plasmid group rep25 was also predominately present in isolates from food-associated environment (97% out of 29 isolates) and exhibit two major clades with a mixture of L. innocua and L. monocytogenes lineage II isolates (Fig. 3e). The plasmid group rep26 was exclusively found in isolates from food processing facilities and formed two major clades, one with L. welshimeri and L. inncoua isolates and the other with L. monocytogenes lineage II and L. welshimeri (Fig. 3f). These results suggest that plasmid groups are strongly associated with isolation sources and some plasmids (e.g., repUS25, rep25) may transfer across environments and species in Listeria./p>20% impervious cover. b Variable importance in predicting the ANI of isolates for LM, LM lineage II, L. seeligeri, and L. innocua based on % Inc MSE index in a random forest model. Abiotic variables on the y-axis are sorted in ascending order based on the median % Inc MSE value of 1000 repetitions. “spatial” indicates geographic distance. Minimum and maximum values are depicted by short vertical lines of whiskers; the box signifies the upper and lower quartiles, and the short line within the box signifies the median. Points above and below the whiskers indicate outliers. Boxes and whiskers are color-coded by ecological variable groups. c Network of co-occurring bacterial species and LM, L. seeligeri, L. innocua, and L. welshimeri. Each node stands for a bacterial species that had a Phi correlation coefficient (r) > 0.2 or < −0.2 with one Listeria species. Nodes representing Listeria species are in black (these data are based on culture data generated, not 16 S amplicon sequencing data), and other nodes representing co-occurring bacterial species are color-coded by phylum. An edge stands for the Phi correlation with an r > 0.2 or < −0.2 between the two nodes. The thickness of the edge is in proportion to the absolute value of the Phi correlation r. An orange edge represents a positive correlation, while a gray edge represents a negative correlation./p> 0.2; Table S13). A large proportion of the species positively correlated with L. monocytogenes and L. innocua (41% and 50%, respectively) was classified into the phylum Proteobacteria, including the families Hyphomicrobiaceae and Rickettsiaceae; 29% of the species positively correlated with L. seeligeri were classified into the phylum Planctomycetes, including the family Pirellulaceae; and 33% of the species positively correlated with L. welshimeri were classified into the phylum Actinobacteria, including the family Pseudonocardiaceae (Fig. 4c, Table S13). These positively correlated species may occupy similar habitats as these Listeria species./p> 0.2 and r < −0.2, respectively; Fig. S10, Table S13). These negatively correlated bacterial species may prefer different or distinct habitats than these Listeria taxa. In summary, we propose that certain Proteobacteria and Actinobacteria species are taxa of interest that might pose selective pressures on Listeria and contribute to its genome evolution in the soil environment./p>
Русский 
English
Français
Deutsch
Español
Italiano
Português
日本語
한국어